Effects of Phosphate Nutrients on the Growth of the Marine Microalga Navicula sp. Isolated from the Eastern Coast of Thailand

Tiparada  Kumkhum; Narin  Chansawang

ผู้แต่ง

Tiparada Kumkhum Faculty of science and technology, Rajamangala University of Technology, Tawan-ok, Chonburi 20110, Thailand
Narin Chansawang Biodiversity research centre, Thailand Institute of Scientific and Technological Research (TISTR)

คำสำคัญ:

Growth, Phosphate, Marine microalgae, Navicula, Diatom

บทคัดย่อ

Navicula sp. เป็นไดอะตอมทะเลที่มีบทบาทสำคัญในระบบนิเวศทางน้ำและมีศักยภาพในการใช้ประโยชน์ในอุตสาหกรรมเพาะเลี้ยงสัตว์น้ำและเทคโนโลยีชีวภาพ งานวิจัยนี้ศึกษาผลของความเข้มข้นฟอสเฟตที่แตกต่างกันต่อการเจริญเติบโตและการสังเคราะห์แสงของ Navicula sp. TISTR 11108 ที่แยกจากชายฝั่งตะวันออกของประเทศไทย โดยเพาะเลี้ยงในอาหาร F/2 ที่มีฟอสเฟตแตกต่างกัน 3 ระดับ ได้แก่ 21 µM (ชุดควบคุม), 10.5 µM และ 5.25 µM ติดตามการเจริญเติบโตด้วยการวัดความหนาแน่นเซลล์และปริมาณคลอโรฟิลล์ เอ เป็นเวลา 14 วัน พบว่าชุดควบคุมมีการเจริญเติบโตและการสังเคราะห์แสงสูงสุด โดยมีความหนาแน่นเซลล์ ~94 ×10⁴ เซลล์/มล. คลอโรฟิลล์ เอ ~16 มก./มล. และมีอัตราการเจริญจำเพาะที่ 0.28 ต่อวัน ส่วนชุดฟอสเฟตต่ำมีการเจริญเติบโตและการสะสม คลอโรฟิลล์ เอ ต่ำกว่า และเซลล์เสื่อมสภาพเร็วขึ้น การย้อมไนล์เรดเพื่อตรวจสอบหยดน้ำมันที่มีีอยู่ในเซลล์สาหร่ายพบว่าทุกการทดสอบมีการสร้างหยดน้ำมัน โดยชุดการทดสอบฟอสเฟตที่ความเข้มข้น 10.5 µM มีหยดน้ำมันมากที่สุด รองลงมาคือ 5.25 µM และ 21 µM ตามลำดับ ผลการศึกษาชี้ว่าฟอสเฟตเป็นธาตุอาหารหลักที่ส่งผลต่อชีวมวล ประสิทธิภาพการสังเคราะห์แสงและการผลิตน้ำมันของ Navicula sp. TISTR 11108 ดังนั้นการควบคุมระดับฟอสเฟตจึงเป็นปัจจัยสำคัญในการพัฒนาเทคโนโลยีการเพาะเลี้ยงสาหร่ายอย่างยั่งยืน

เอกสารอ้างอิง

Alagarsamy, K, Shamala, L.F., and Wei, S. (2018). Influence of media supplements on inhibition of oxidative browning and bacterial endophytes of Camellia sinensis var. sinensis. 3 Biotechnology, 8(8), 356. https://doi: 10.1007/s13205-018-1378-9.

Alhussein, F.A., and Almasoody, M.M. (2023). Effect of (BA, 2,4-D) on induction of callus from Moringa oleifera L. in vitro. AIP Conference Proceedings 2776: 030007. https://doi.org/10.1063/5.0137297

Ahamed, T.S., Brindhadevi, K., Krishnan, R., Phuong, T.N., Alharbi, S.A., Chinnathambi, A., and Mathimani, T. (2022). In vivo detection of triacylglycerols through Nile red staining and quantification of fatty acids in hyper lipid producer Nannochloropsis sp. cultured under adequate nitrogen and deficient nitrogen condition. Fuel, 322, 124179. https://doi.org/10.1016/j.fuel.2022.124179

Amalah, N.U.R., Widyartini, D.S., Christiani, C., and Hidayah, H.P. (2018). The effect of dilution level of liquid tapioca waste culture medium and concentration of phosphate on the growth of microalgae Navicula sp. Nusantara Bioscience, 10(1), 65–69.

https://doi.org/10.13057/nusbiosci/n100110

Baldia, S.F., Evangelista, A.D., and Martinez-Goss, M.R. (2007). Effect of nitrogen and phosphorus on the growth and chlorophyll a content of the diatom Skeletonema costatum (Greville) Cleve. Journal of Applied Phycology, 19(5), 607–613. https://doi.org/10.1007/s10811-007-9159-8

Beaugrand, G., Edwards, M., and Legendre, L. (2010). Marine biodiversity, ecosystem functioning, and carbon cycles. Proceedings of the National Academy of Sciences, 107(22), 10120–10124. https://doi.org/10.1073/pnas.091385510

Berges, J.A., Franklin, D.J., and Harrison, P.J. (2001). Evolution of an artificial seawater medium: improvements in enriched seawater, artificial water over the last two decades. Journal of Phycology, 37(6), 1138–1145. https://doi.org/10.1046/j.1529-8817.2001.01052.x

Daume, S., Long, B.M., and Crouch, P. (2003). Changes in amino acid content of an algal feed species (Navicula sp.) and their effect on growth and survival of juvenile abalone (Haliotis rubra). Journal of Applied Psychology, 15(2), 201–207.

https://doi.org/10.1023/A:1023853628544

Fernández, L.A.G., Castillo, N.A.M., Polo, M.S., Frómeta, A.E.N., and Cadre, J.E.V. (2025). Algal-based carbonaceous materials for environmental remediation: advances in wastewater treatment, carbon sequestration, and biofuel applications. Processes, 13(2), 556. https://doi.org/10.3390/pr13020556

Govender, T., Ramanna, L., Rawat, I., and Bux, F. (2012). BODIPY staining, an alternative to the Nile Red fluorescence method for the evaluation of intracellular lipids in microalgae. Bioresource Technology, 114, 507–511. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2012.03.024

Guillard, R.R.L., and Ryther, J.H. (1962). Studies of marine planktonic diatoms. I. Cyclotella nana Hustedt and Detonula confervaceae (Cleve) Gran. Canadian Journal of Microbiology. 8: 229–239. https://doi: 10.1139/m62-029

Halim, R., and Webley, P.A. (2015). Nile red staining for oil determination in microalgal cells: A new insight through statistical modelling. International Journal of Chemical Engineering, 2015(1), p.695061. https://doi.org/10.1155/2015/695061

Hoppenrath M., Elbrächter M., and Drebes G. (2009). Marine Phytoplankton: Selected microphytoplankton species from the North Sea around Helgoland and Sylt. Kleine Senckenberg-Reihe, Germany.

Katayama, T., Kishi, M., Takahashi, K., Furuya, K., Wahid, M.E.A., Khatoon, H., and Kasan, N.A. (2019). Isolation of lipid-rich marine microalgae by flow cytometric screening with Nile Red staining. Aquaculture International, 27(2), 509–518.

https://doi.org/10.1007/s10499-019-00344-y

Kim, J., Kim, E.A., Yang, H.S., Kang, D.H., Kim, H.S., Kim, S.Y., Jeon, Y.J., and Heo, S.J. (2019). Development of growth-promoting substances for diatoms (Navicula sp.). Aquaculture International, 27(5), 1343–1352. https://doi.org/10.1007/s10499-019-00391-5

Lauritsen, L., Szomek, M., Hornum, M., Reinholdt, P., Kongsted, J., Nielsen, P., Brewer, J. R., and Wüstner, D. (2024). Ratio metric fluorescence nanoscopy and lifetime imaging of novel Nile red analogs for analysis of membrane packing in living cells. Scientific Reports, 14(1), p.13748. https://doi.org/10.1038/s41598-024-64180-8

Lichtenthaler, H.K., and Buschmann, C. (2001). Chlorophylls and carotenoids: measurement and characterization bu UV–vis spectroscopy. Current Protocols in Food Analytical Chemistry. 431–438. https://doi.org/10.1002/0471142913.faf0403s01

Li, T., Gargouri, M., Feng, J., Park, J. J., Gao, D., Miao, C., Dong, T., Gang, D. R., and Chen, S. (2016). Regulation of starch and lipid accumulation in a microalga Phaeodactylum tricornutum by phosphate availability and culture age. Journal of Applied Phycology, 28(3), 1331–1340. https://doi.org/10.1007/s10811-015-0623-2

Lovio-Fragoso, J.P., Hayano-Kanashiro, C., and López-Elías, J.A. (2019). Effect of different phosphorus concentrations on growth and biochemical composition of Chaetoceros muelleri. Latin American Journal of Aquatic Research, 47(2), 361–366. http://dx.doi.org/10.3856/vol47-issue2-fulltext-17

Ren, H.Y., Liu, B.F., Ma, C., Zhao, L., and Ren, N.Q. (2013). A new lipid-rich microalga Scenedesmus sp. strain R-16 isolated using Nile red staining: effects of carbon and nitrogen sources and initial pH on the biomass and lipid production. Biotechnology for Biofuels, 6(1), p.143. https://doi.org/10.1186/1754-6834-6-143

Reuscher, S., Klock, G., Kersten, A., Schabel, S., and Graf, R. (2025). Improved pre-treatment for lipid staining of microalgae with a rigid cell wall. Journal of Microbiological Methods, p.107205. https://doi.org/10.1016/j.mimet.2025.107205

Reynolds, C.S. (2006). The Ecology of Phytoplankton. The Edinburgh Building, Cambridge University Press, UK.

Tavares, L., Nudi, M.H., Arroyo, P.A., Godoy, R.F.B., and Trevisan, E. (2023). Effect of different concentrations of phosphorus and nitrogen on the growth of the microalgae chlorella vulgaris. International Journal of Energy and Environmental Engineering, 14(4), 563–572. https://doi.org/10.1007/s40095-022-00535-z

Tomas, C.R. (Ed.). (1997). Identifying Marine Phytoplankton. Elsevier, Netherlands.

Wardi, Sinar P.S., and Bambang S. (2023). Navicula sp. cell growth at different salinities. International Journal of Multidisciplinary Research and Growth Evaluation, 4(1), 401–405. https://doi.org/10.54660/.IJMRGE.2023.4.1.401-405

Yang, M., Zhao, W., and Xie, X. (2014). Effects of nitrogen, phosphorus, iron and silicon on growth of five species of marine benthic diatoms. Acta Ecologica Sinica, 34(6), 311–319. https://doi.org/10.1016/j.chnaes.2014.10.003

Yao, C., Ai, J., Cao, X., Xue, S., and Zhang, W. (2019). Enhancing lipid productivity of the marine diatom Phaeodactylum tricornutum through phosphorus starvation. Bioresource Technology, 292, 121932. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2019.121932

Zhao, X., Pang, S., Liu, F., Shan, T., and Li, J. (2014). Biological identification and determination of optimum growth conditions for four species of Navicula. Acta Oceanologica Sinica, 33(8), 111–118. https://doi.org/10.1007/s13131-014-0465-y