ผลกระทบของอาทราซีนต่อราดินในแปลงปลูกอ้อย จังหวัดสุพรรณบุรีและขอนแก่น
คำสำคัญ:
อาทราชีน, เมตาจีโนมิกส์, ราดิน, อ้อยบทคัดย่อ
การศึกษาผลกระทบของอาทราซีนต่อราดินในแปลงปลูกอ้อยจังหวัดขอนแก่น และสุพรรณบุรี มีวัตถุประสงค์เพื่อศึกษาสมบัติทางกายภาพและทางเคมีของดิน และศึกษาความหลากหลายของราดินด้วยวิธีเมตาจีโนมิกส์ วิเคราะห์คุณสมบัติของดินได้แก่ การกระจายขนาดอนุภาค ค่าความเป็นกรด-ด่าง อินทรียวัตถุ ฟอสฟอรัสที่เป็นประโยชน์โพแทสเซียมที่แลกเปลี่ยนได้ และค่าความจุแลกเปลี่ยนแคตไอออน วัดปริมาณอาทราซีนที่ตกค้างในดิน และวิเคราะห์โครงสร้างของกลุ่มประชากรราดินที่ระยะเวลาก่อนพ่นอาทราซีน และหลังพ่นอาทราซีน 2 ชั่วโมง และ 30 วัน โดยการสกัดดีเอ็นเอจากตัวอย่างดินรวมทั้งการเพิ่มปริมาณดีเอ็นเอของรา พบว่า ดินในแปลงปลูกอ้อยจังหวัดขอนแก่นมีเนื้อดินเป็นดินทราย pH เป็นกรดอ่อน ปริมาณอินทรียวัตถุ ฟอสฟอรัสที่เป็นประโยชน์ โพแทสเซียมที่แลกเปลี่ยนได้ และความจุแลกเปลี่ยนแคตไอออนอยู่ในระดับต่ำ ดินในแปลงปลูกอ้อยจังหวัดสุพรรณบุรี เป็นดินร่วน มี pH เป็นกลาง ปริมาณอินทรียวัตถุปานกลาง ฟอสฟอรัสที่ และโพแทสเซียมอยู่ในระดับสูง ความจุแลกเปลี่ยนแคตไอออนอยู่ในระดับปานกลาง การวัดปริมาณอาทราซีนที่ตกค้างในดินพบว่า ก่อนพ่นอาทราซีนในดินทั้ง 2 พื้นที่ ตรวจไม่พบสารอาทราซีน และหลังพ่นอาทราซีนตรวจพบสารอาทราซีนในดินและปริมาณสารจะลดลงเมื่อระยะเวลานานขึ้น การวิเคราะห์สารพันธุกรรมของราดินด้วยวิธีเมตาจีโนมิกส์ พบว่า ในพื้นที่ปลูกอ้อยจังหวัดขอนแก่น ความหลากหลายของราในดินที่ระยะเวลาหลังพ่นอาทราซีน 2 ชั่วโมง มีความหลากหลายสูงกว่าก่อนพ่นอาทราซีน และหลังพ่นอาทราซีน 30 วัน โดยมีราดินชนิดหลักที่พบมาก 5 อันดับแรก ได้แก่ Ruhlandiella, Penicillium, Thielavia, Calvatia และ Alfaria ในขณะที่พื้นที่ปลูกอ้อยจังหวัดสุพรรณบุรี พบว่า ที่ระยะเวลาก่อนพ่น อาทราซีนมีความหลากหลายของประชากรราดินสูงที่สุดเมื่อเวลาผ่านไป 2 ชั่วโมงความหลากหลายของราดินลดลงและจะมีความหลากหลายของราดินเพิ่มมากขึ้นเมื่อเวลาผ่านไป 30 วันหลังพ่นอาทราซีน ในพื้นที่ปลูกอ้อย มีราดินชนิดหลักที่พบมาก 5 อันดับแรก ได้แก่ Scytalidium, Gyrodontium, Aspergillus, Gymnascella และ Humicola
เอกสารอ้างอิง
เอิบ เขียวรื่นรมณ์. 2548. การสำรวจดิน. พิมพ์ครั้งที่ 2. สำนักพิมพ์มหาวิทยาลัยเกษตรศาสตร์, กรุงเทพมหานคร. 733 หน้า.
Abed, R.M.M., A.M. Al-Sadi, M. Al-Shehi, S. Al-Hinai and M.D. Robinson. 2013. Diversity of free-living and lichenized fungal communities in biological soil crusts of the Sultanate of Oman and the role in improving soil properties. Soil Biology and Biochemistry 57: 695–705.
Babic, S., M. Petrovic and K. Kastelan-Macan. 1998. Ultrasonic solvent extraction of pesticides from soil. Journal of Chromatography A 823: 1-2.
Bartnicki-Garcia, S. 1987. The cell wall in fungal evolution. pp. 764-775. In: Evolutionary Biology of The Fungi, Eds., Rayner, A.D.M., C.M. Brasier, D. Moore, Cambridge University Press, New York, USA.
Bastone, J.D. and W.G. Tyson. 2014. Linking microbial community structure, interactions and function in aerobic digesters using new molecular techniques. Current Opinion in Biotechnology 27: 55–64.
Bastida, F., T. Hernández, J. Albaladejo and C. García. 2013. Phylogenetic and functional changes in the microbial community of long-term restored soils under semiarid climate. Soil Biology and Biochemistry 65: 12–21.
Bonfleur, E.J., V.L. Tornisielo, J.B. Regitano and A. Lavorenti. 2015. The effects of glyphosate and atrazine mixture on soil microbial population and subsequent impacts on their fate in a tropical soil. Water, Air and Soil Pollution 226: 21.
Buée, M., M. Reich, C. Murat, E. Morin, R.H. Nilsson, S. Uroz and F. Martin. 2009. Pyrosequencing analyses of forest soils reveal an unexpectedly high fungal diversity. New Phytologist 184: 449–456.
Brown, S.P. and A. Jumpponen. 2014. Contrasting primary successional trajectories of fungi and bacteria in retreating glacier soils. Molecular Ecology 23: 481–497.
Bray, R.H. and L.T. Kurtz. 1945. Determination of total organic and available form of phosphorus in soil. Soil Science 59: 39-45.
Chapman, H.D. 1965. Cation exchange capacity, pp. 891- 901. In: C.A. Black, ed. Methods of Soil Analysis. Part II. Agronomy No. 9. American Society of Agronomy, Madison, Wisconsin.
Chernov, T.I., A.K. Tkhakakhova and O.V. Kutovaya. 2015. Assessment of diversity indices for the characterization of the soil prokaryotic community by metagenomic analysis. Eurasian Soil Science 48: 410–415.
Daniels, B.A. 1981. The influence of hyperparasites of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi on growth of citrus. Phytopathology 71: 212–213.
de Hoog, G.S., J. Guarro, J. Gené and M.J. Figueras. 2000. Atlas of Clinical Fungi, 2nd ed. Centraalbureau voor Schimmelcultures, Utrecht, The Netherlands and Universitat Rovira i Virgili, Reus. Spain. 1126 p.
Farruggia, F., C. Rossmeisl, J. Hetrick and M. Biscoe. 2016. Refined ecological risk assessment for atrazine. United States Environmental Protection Agency, Washington D.C. USA. 518 p.
Gee, G.W. and J.W. Bauder. 1986. Particle Size Analysis. pp.383-411. In: Klute, A., Ed., Methods of Soil Analysis, Part 1. Klute (ed.). 2 Ed., Vol. 9 nd. American Society of Agronomy, Madison, Wisconsin, USA.
Hedeler, C., H.M. Wong, M.J. Cornell, I. Alam, D.M. Soanes, M. Rattray, S.J. Hubbard, N.J. Talbot, S.G. Oliver and N.W. Paton. 2007. e-Fungi: a data resource for comparative analysis of fungal genomes. BMC Genomics 8: 426.
Jayne, B. and M. Quigley. 2014. Influence of arbuscular mycorrhiza on growth and reproductive response of plants under water deficit: a metaanalysis. Mycorrhiza 24: 109-119.
Krutz, L.J., D.L. Shaner, C. Accinelli, R.M. Zablotowicz and W.B. Henry. 2008. Atrazine dissipation in-triazine adapted and nonadapted soil from Colorado and Mississippi: implications of enhanced degradation on Atrazine fate and transport parameters. Journal of Environmental Quality 37 (3): 848–857.
Moreno, J.L., A. Aliaga, S. Navarro, T. Hernàndez and C. García. 2007. Effects of atrazine on microbial activity in semiarid soil. Applied Soil Ecology 35: 120–127.
National Soil Survey Center. 1996. Soil Survey Laboratory Method Manual. Soil Survey Investigation. Report No. 42, Version 3.0 Natural Resources Conservation Service, United States Department of Agriculture, Lincoln, Nebraska.
Nelson, D.W. and L.E. Sommers. 1996. Total carbon, organic carbon and organic matter. pp. 961-1010. In: D.L. Sparks, A.L. Page, P.A. Helmke and R.H. Loeppert (Eds.). Methods of Soil Analysis. Part 3: Chemical Method. Soil Science Society of America and American Society of Agronomy, Madison, Wisconsin.
Prober, S.M., J.W. Leff, S.T. Bates, E.T. Borer, J. Firn, W.S. Harpole, E.M. Lind, E.W. Seabloom, P.B. Adler, J.D. Bakker, E.E. Cleland, N.M. DeCrappeo, E. DeLorenze, N. Hagenah, Y. Hautier, K.S. Hofmockel, K.P. Kirkman, J.M.H. Knops, K.J. La Pierre, A.S. MacDougall, R.L. McCulley, C.E. Mitchell, A.C. Risch, M. Schuetz, C.J. Stevens, R.J. Williams and N. Fierer. 2015. Plant diversity predicts beta but not alpha diversity of soil microbes across grasslands worldwide. Ecology Letters 18: 85–95.
Qin, H., H. Wang, P.J. Strong, Y. Li, Q. Xu and Q. Wu. 2014. Rapid soil fungal community response to intensive management in a bamboo forest developed from rice paddies. Soil Biology and Biochemistry 68: 177–184.
Sterflinger, K., D. Tesei and K. Zakharova. 2012. Fungi in hot and cold deserts with particular reference to microcolonial fungi. Fungal Ecology 5: 453–462.
Thomas, G.W. 1982. Exchangeable cations. pp. 159-165. In: A.L. Page, R.H. Miller and D.R. Keeney, (Eds.). Methods of Soil Analysis Part 2: Chemical and Microbiological Properties. Soil Science Society of America, Madison, Wisconsin.
Thomas, B.T., D.S.K. Olanrewaju-Kehinde, O.D. Popoola and E.S. James. 2015. Degradation of plastic and polythene materials by some selected microorganisms isolated from soil. World Applied Sciences Journal 33: 1888-1891.
Wang, D., J.Y. Shin, M.A. Cheney, G. Sposito and T.G. Spiro. 1999. Manganese dioxide as a catalyst for oxygen-independent atrazine dealkylation. Environmental Science and Technology 33: 3160–3165.
Wang, J., Y. Ji, Z. Yuan, J. Guan, C. Liu and L. Lv. 2017. Analysis of bacterial community structure and diversity in different restoration methods in Qixing River Wetland. Advanced Journal of Toxicology: Current Research 1: 49–55.
Zhang, X., S. Xu, C. Li, L. Zhao, H. Feng, G. Yue, Z. Ran and G. Cheng. 2014. The soil carbon/nitrogen ratio and moisture affect microbial community structures in alkaline permafrost-affected soils with different vegetation types on the Tibetan Plateau. Research in Microbiology 165: 128–139.
